2023, Vol. 30 
2. 广西科学院，广西海洋科学院，广西近海海洋环境科学重点实验室，广西 南宁 530007
3. 北部湾大学，海洋学院，广西海洋生物多样性养护重点实验室，广西 钦州 535011
4. 广西中医药大学，海洋药物研究院，广西海洋药物重点实验室，广西 南宁 530007
2. Guangxi Key Laboratory of Marine Environmental Science, Guangxi Beibu Gulf Marine Research Centre, Guangxi Academy of Sciences, Nanning 530007, China
3. College of Oceanography, Beibu Gulf University; Guangxi Key Laboratory for Marine Biodiversity Conservation, Qinzhou 535011, China
4. Guangxi University of Traditional Chinese Medicine, Institute of Marine Drugs Guangxi, Key Laboratory of Marine Drugs, Nanning 530007, China
近年来全球气候变暖等环境问题日益严重，海水温度升高[1]。在海参养殖过程中，水温是一个至关重要的影响因素。董云伟等[2]研究发现刺参(Aposticchopus japonicus)幼参在10~21 ℃之间生长速率加快，当水温超过22 ℃时，刺参幼参会进入夏眠状态[3]。进入夏眠状态后，刺参体壁和呼吸树组织中SOD、CAT活力显著升高后降低[4-5]，生长受到抑制。当水温由10 ℃降至−2 ℃时，刺参幼参呼吸代谢、免疫能力等降低，会出现排脏、化皮和死亡等现象[6-7]。Kühnhold等[8]研究发现糙海参(Holothuria scabra)幼参最佳养殖温度范围是24~29 ℃。当水温达到33 ℃时，糙海参幼参通过提高机体能量代谢及氧化应激水平应对不利水温，维持机体正常生长。水温低至21 ℃时，糙海参幼参的能量代谢降低，生长受到抑制[9]。水温在海参生长、代谢及免疫等方面发挥着重要作用，水温过高或者过低都会阻碍海参正常生长，甚至引起死亡。
糙海参(Holothuria scabra)俗称沙参、明玉参，是热带中最具开发前景的优质海参品种之一[10-11]，在分类上属棘皮动物门(Echinodermata)，是海参纲(Holothuroidea)，楯手目(Aspidochirotida)，海参科(Holothuriidae)，海参属(Holothuria)。糙海参主要分布在印度洋至太平洋地区的沿海国家，国内主要集中在海南、广东及广西近海岸水域20 m以内水深处。糙海参有丰富的蛋白质和人体所必需的氨基酸等营养成分[12]，其体内生物活性物质能够提升人体免疫力，具有抗血栓及抗肿瘤等作用[13-14]。近年来国内海参需求量不断增加，过度捕捞需求导致野生糙海参数量不断下降[15]。水温对刺参生长与抗氧化酶及免疫酶活力的影响研究很多，而糙海参为热带种，两者对温度变动的响应机制差异非常大，且不同海参适宜温度范围也会有差异，因此研究我国糙海参幼参适宜生长范围尤为重要，目前国内不同水温对糙海参幼参的影响还未见研究报道。因此本研究探讨水温对糙海参幼参生长、抗氧化酶及免疫酶活力的影响，不仅对我国糙海参人工养殖具有指导意义，还可为糙海参应对水温变动环境的适应机制提供科学数据。
1 材料与方法 1.1 实验材料与驯养本次实验使用的糙海参是取自广西科学院和广西海洋研究所实验基地的同一养殖阶段的糙海参幼参。糙海参幼参在底质铺沙的水泥池(3.5 m× 3.5 m×1.2 m)进行养殖，每日15:30投喂，饲料由稚参料、马尾藻粉、海洋红酵母、丁酸梭菌及螺旋藻粉等组成(见表1)，按照一定比例发酵24 h后投喂，投喂量约为幼参体重的5%，每5天换1次水。海水温度为(28.0±1.0) ℃，盐度为26~28，溶氧为4.5 mg/L。
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表1 糙海参幼参饲料组成 Tab. 1 Feed composition of young sea cucumber Holothuria scabra |
实施装置主要有3个控温水箱，规格为380 L (cm: 140×90×36)，每个控温水箱中放置9个养殖PVC箱，规格为21 L (mm: 385×260×210)。分别通过控温机(型号：HC-1000b)与加热棒来达到目标温度。
1.3 实验设计根据预实验的结果，糙海参幼参在低于23 ℃或高于33 ℃时会停止摄食，因此实验设计3个温度梯度：低温临界组23 ℃，对照组28 ℃，高温组33 ℃。海参在PVC水箱进行养殖，箱底铺设2 cm海砂，由40~80目的粒径组成。挑选健康的幼参，体重为(1.25±0.20) g。随机将幼参分配至3个温度组的PVC水箱，每个温度组有9平行，每个平行放11头幼参。以28 ℃为对照组，通过冷暖控温机及加热棒按每日1.0 ℃左右进行升降温，第5天达到实验设计的温度，一旦达到设定值即作为实验开始时间，实验周期为30 d。
1.4 样品采集及制备每个温度处理组糙海参幼参分别在0、10、20、30 d时，观察其生长情况并进行取样。从每个PVC水箱中随机选择3头幼参，用干纱布吸干糙海参表面海水，电子天平(精确0.001 g)称量糙海参体重。同时，每个温度组随机取15头幼参，相同温度条件下禁食暂养24 h进行排粪。用干纱布吸干糙海参表面水分，将糙海参放在超净工作台上，用2 mL注射器从距离口2 cm的体壁处吸取体腔液0.5 mL放入无菌离心管中。用解剖剪沿幼参腹面剪开，取肠道、呼吸树以及体壁组织装入无菌冻存管中，液氮速冻后放入−80 ℃保存，尽快测定酶活。
每个温度处理组在温度变动前进行4个组织的样品采集处理(同上)，用来比对不同温度处理组间酶活初始差异。
1.5 测定方法与计算 1.5.1 特定生长率计算公式为
SGR(%/d)=100× (lnW30−lnW0)/30
式中，W0为初始体重；W30为30 d体重。
1.5.2 抗氧化酶与免疫酶的测定超氧化物歧化酶(SOD)活力根据WST-1法测定，过氧化氢酶(CAT)活力根据钼酸铵法测定，蛋白含量根据考马斯亮蓝法测定，碱性磷酸酶(AKP)活力根据微量酶标法测定，溶菌酶(LZM)活力根据比浊法测定，丙二醛(MDA)含量根据硫代巴比妥酸法测定，试剂盒均采购自南京建成生物工程研究所。
1.6 数据处理与分析所有实验数据SPSS 27统计软件进行单因素方差分析(ANOVA)、方差齐性检验等进行数据处理，显著性标准设置为0.05。由origin软件进行作图。
2 结果与分析 2.1 温度对糙海参幼参生长的影响不同温度对糙海参幼参阶段性生长的影响见图1。温度变动前，3个温度组幼参的体重无显著差异(P>0.05)。0 d、10 d、20 d及30 d时，对照组幼参的体重均显著高于低温组和高温组(P< 0.05)(见图1a)。10 d、20 d时，低温组幼参体重显著高于高温组(P<0.05)。
3个温度处理组糙海参幼参体重不同时间之间均出现差异显著(P<0.05)(见图1a)。低温组糙海参幼参体重在0 d、10 d显著低于20 d、30 d (P<0.05)。对照组糙海参幼参的体重在0 d显著低于10 d (P<0.05), 10 d显著低于20 d (P<0.05), 20 d显著低于30 d (P<0.05)。高温组糙海参幼参体重在0 d、10 d显著低于20 d, 20 d显著低于30 d (P< 0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参SGR的变化见图1b。0~10 d时，不同温度组之间幼参SGR呈现出显著性差异(P<0.05)，对照组显著高于低温组、高温组(P<0.05)，低温组显著高于高温组(P<0.05)，高温组SGR出现负值。10~20 d时，高温组幼参SGR显著高于对照组、低温组(P<0.05)，低温组和对照组间不存在显著差异(P>0.05)。20~30 d时，低温组SGR显著低于高温组、对照组(P<0.05)。0~30 d, 3个温度组幼参SGR存在显著差异(P< 0.05)，其中对照组显著高于高温组，且高温组显著高于低温组(P<0.05)。
3个温度处理组糙海参幼参SGR不同时间之间均出现差异显著(P<0.05)。低温组中，0~10 d时幼参SGR较低，10~20 d时显著增加，20~30 d显著降低。对照组中0~10 d与10~20 d之间无显著差异，20~30 d时SGR显著降低。高温组在0~10 d时出现负增长，10~20 d显著增加，20~30 d继而显著降低。可以看出，28 ℃对照组糙海参幼参的生长速率最高。
综上所述，温度对糙海参幼参的生长影响显著，对照组糙海参幼参在每个时间点均获得最大体重，0~30 d的SGR最高；低温10 d时幼参体重出现少量增加，且20 d与30 d时体重变化很小，0~30 d的SGR最低，表现出不耐长期低温的现象；而高温10 d时幼参体重出现降低，0~10 d的SGR出现负值，20 d时体重显著增加，0~30 d的SGR显著低于对照组，却高于低温组，说明高温对糙海参前期影响较大。
2.2 温度变动前糙海参幼参不同组织抗氧化酶及免疫酶活力经测定，在温度变动前，4种组织不同温度处理间所有抗氧化酶及免疫酶活力之间均无显著差异(P>0.05)(表2)。
2.3 温度对糙海参幼参体腔液抗氧化酶及免疫酶活力的影响不同温度条件下糙海参幼参体腔液中抗氧化酶及免疫酶活力变化如图2所示。不同温度条件下糙海参幼参体腔液SOD活力变化见图2a。不同温度组幼参体腔液SOD活力差异显著(P< 0.05)。0 d、10 d时，高温组幼参SOD活力显著高于低温组、对照组(P<0.05)。20 d、30 d时，低温组SOD活力显著高于高温组、对照组(P<0.05)。低温组、高温组糙海参幼参SOD活力不同时间之间均出现显著差异(P<0.05)，低温组幼参在0 d、10 d时SOD活力显著低于20 d、30 d (P<0.05)。高温组幼参在0 d、10 d时SOD活力显著高于20 d、30 d (P<0.05)，且0 d时SOD活力显著高于10 d (P<0.05)。对照组中幼参SOD活力无显著差异(P>0.05)。
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图1 不同温度条件下糙海参幼参生长变化。a. 体重；b. 特定生长率. 不同小写字母代表同一温度组内不同时间点之间差异显著(P<0.05)，不同大写字母代表同一取样时间不同温度组之间差异显著(P<0.05). Fig. 1 Growth changes of juvenile Holothuria scabra under different temperature conditions.a. Body weight; b. SGR. Different minuscule represent significant differences between different time points in the same temperature group (P<0.05), and different capital letters represent significant differences between different temperature groups at the same sampling time (P<0.05). |
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表2 温度变动前糙海参幼参不同组织抗氧化酶及免疫酶活力 Tab. 2 Antioxidant enzyme and immune enzyme activity in different tissues of juvenile Holothuria scabra before temperature variation n=3; $\bar x \pm {\rm{SD}}$ |
不同温度条件下糙海参幼参体腔液CAT活力变化见图2b。不同温度组幼参的体腔液CAT活力差异显著(P<0.05)。0 d时，高温组、低温组幼参CAT活力显著高于对照组(P<0.05)。10 d，高温组幼参CAT活力显著高于低温组、对照组(P<0.05)。20 d，低温组幼参CAT活力显著高于高温组(P< 0.05)，对照组与其他两组间无显著差异(P>0.05)。30 d，低温组显著高于对照组、高温组(P<0.05)。3个温度处理组糙海参幼参CAT活力在不同时间点均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参CAT活力在20 d显著高于0 d、10 d (P<0.05), 0 d、30 d显著高于10 d (P<0.05)。高温组幼参CAT活力在0 d、10 d显著高于20 d、30 d (P<0.05), 30 d显著高于20 d (P<0.05)。对照组中幼参CAT活力无显著差异(P>0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参体腔液的AKP活力的变化见图2c。不同温度组幼参AKP活力差异显著(P<0.05)。0 d时，高温组幼参AKP显著高于低温组、对照组(P<0.05)。10 d，对照组幼参AKP显著高于高温组、低温组(P<0.05)，且低温组显著高于高温组(P<0.05)。20 d、30 d，低温组幼参AKP显著高于高温组、对照组(P<0.05)。3个温度处理组糙海参幼参AKP活力在不同时间点均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参AKP活力在20 d、30 d显著高于0 d、10 d (P<0.05), 0 d显著高于10 d (P<0.05)。对照组幼参AKP活力在0 d、10 d及20 d显著高于30 d (P<0.05)。高温组幼参AKP活力0 d、20 d显著高于10 d、30 d (P< 0.05)，且30 d显著高于10 d (P<0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参体腔液的LZM活力的变化见图2d。不同温度组幼参LZM活力差异不显著(P>0.05)。3个温度处理组糙海参幼参LZM活力在不同时间点均无显著差异(P>0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参体腔液的MDA含量的变化见图2e。0 d时，高温组幼参MDA显著高于低温组、对照组(P<0.05)。低温组、高温组幼参MDA含量在不同时间点均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参MDA含量在30 d显著高于10 d (P<0.05)，其他时间点间无显著差异(P> 0.05)。高温组幼参MDA含量在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d、20 d及30 d之间无显著差异(P>0.05)。
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图2 不同温度条件下糙海参幼参体腔液中抗氧化酶及免疫酶活力变化a. 超氧化物歧化酶；b. 过氧化氢酶；c. 碱性磷酸酶；d. 溶菌酶；e. 丙二醛. 不同小写字母代表同一温度组内不同时间点之间的显著差异(P<0.05)，不同大写字母代表同一取样时间不同温度组之间的显著差异(P<0.05). Fig. 2 Changes in antioxidant enzyme and immune enzyme activity in the body cavity fluid of juvenile Holothuria scabra under different temperature conditionsa. SOD; b. CAT; c. AKP; d. LZM; e. MDA. Different small letters represent significant differences between different time points in the same temperature group (P<0.05), and different capital letters represent significant differences between different temperature groups at the same sampling time (P<0.05). |
不同温度条件下糙海参幼参体壁的抗氧化酶及免疫酶活力的变化如图3所示。不同温度条件下糙海参幼参体壁SOD活力变化见图3a。不同温度组幼参体壁SOD活力出现显著差异(P< 0.05)。0 d时，高温组显著高于低温组、对照组(P<0.05)，低温组与对照组无显著差异(P>0.05)。10 d时，高温组显著高于对照组(P<0.05)。20 d、30 d时，低温组显著高于对照组、高温组(P< 0.05)。低温组、高温组糙海参幼参SOD活力不同时间点均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参SOD活力在30 d显著高于其余时间点(P<0.05), 20 d显著高于0 d、10 d (P<0.05)。高温组幼参SOD活力在0 d显著高于20 d及30 d (P<0.05)，其余时间点间无显著差异(P>0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参体壁CAT活力变化见图3b。不同温度组幼参体壁CAT活力存在显著差异(P<0.05)。0 d时，高温组显著高于低温组、对照组(P<0.05)。10 d，高温组、低温组显著高于对照组(P<0.05)。20 d时，低温组显著高于高温组、对照组(P<0.05)，高温组显著高于对照组(P< 0.05)。30 d，低温组显著高于高温组、对照组(P< 0.05)。低温组、高温组糙海参幼参CAT活力不同时间点均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参CAT活力在20 d、30 d显著高于0 d、10 d (P<0.05), 10 d显著高于0 d (P<0.05)。高温组幼参CAT活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d显著高于20 d、30 d (P<0.05)。对照组中幼参CAT活力在各时间点无显著差异(P>0.05)。
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图3 不同温度条件下糙海参幼参体壁抗氧化酶及免疫酶活力变化a. 超氧化物歧化酶；b. 过氧化氢酶；c. 碱性磷酸酶；d. 溶菌酶；e. 丙二醛. 不同小写字母代表同一温度组内不同时间点之间的显著差异(P<0.05)，不同大写字母代表同一取样时间不同温度组之间的显著差异(P<0.05). Fig. 3 Changes in antioxidant enzyme and immune enzyme activity in the body wall of juvenile Holothuria scabra under different temperature conditionsa. SOD; b. CAT; c. AKP; d. LZM; e. MDA. Different small letters represent significant differences between different time points in the same temperature group (P<0.05), and different capital letters represent significant differences between different temperature groups at the same sampling time (P<0.05). |
不同温度条件下糙海参幼参体壁AKP活力变化见图3c。不同温度组幼参体壁AKP活力存在显著差异(P<0.05)。0 d时，高温组显著高于低温组、对照组(P<0.05)，对照组显著高于低温组(P<0.05)。10 d时，低温组显著高于对照组(P< 0.05)，高温组与低温组、对照组无显著差异(P> 0.05)。20 d时，各温度组无显著差异(P>0.05)。30 d，低温组显著高于高温组(P<0.05)，对照组与高温组无显著差异(P>0.05)。低温组、高温组糙海参幼参AKP活力不同时间点均出现差异显著(P<0.05)。低温组幼参AKP活力在10 d、30 d显著高于0 d、20 d (P<0.05)。高温组幼参AKP活力在0 d、10 d及20 d显著高于30 d (P<0.05)。对照组中幼参AKP活力在各时间点无显著差异(P>0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参体壁LZM活力变化见图3d。不同温度组幼参体壁LZM活力存在显著差异(P<0.05)。0 d时，低温组、对照组显著高于高温组(P<0.05)，低温组、对照组无显著差异(P>0.05)。10 d时，低温组显著高于高温组、对照组(P<0.05)，高温组显著高于对照组(P<0.05)。20 d时，低温组显著高于高温组和对照组(P< 0.05)。30 d, 3个处理组之间无显著差异(P>0.05)。3个温度处理组糙海参幼参LZM活力不同时间点均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参LZM活力在10 d、20 d显著高于0 d、30 d (P<0.05)。对照组幼参LZM活力在30 d显著高于10 d、20 d (P<0.05)。高温组幼参体壁中LZM活力在10 d显著高于0 d及30 d (P<0.05), 20 d显著高于0 d (P<0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参体壁MDA含量变化见图3e。不同温度组幼参体壁MDA含量存在显著差异(P<0.05)。0 d时，高温组显著高于低温组、对照组(P<0.05)。10 d时，低温组显著高于高温组、对照组(P<0.05)，高温组和对照组无显著差异(P>0.05)。20 d时，各处理组之间无显著差异(P>0.05)。30 d时，低温组显著高于高温组、对照组(P<0.05)，高温组和对照组间无显著差异(P>0.05)。低温组、高温组糙海参幼参MDA含量不同时间之间均出现差异显著(P<0.05)。低温组幼参体壁中MDA含量在30 d显著高于0 d、20 d (P<0.05)。高温组幼参体壁中MDA含量在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d时显著高于30 d (P<0.05)。对照组幼参体壁中MDA含量在各时间点差异不显著(P>0.05)。
2.5 温度对糙海参幼参肠道组织抗氧化酶及免疫酶活力的影响不同温度条件下糙海参幼参肠道的抗氧化酶及免疫酶活力的变化如图4所示。不同温度条件下糙海参幼参肠道SOD活力变化见图4a。不同温度组幼参肠道SOD活力差异显著(P<0.05)。0 d时，低温组显著高于对照组(P<0.05)，对照组显著高于高温组(P<0.05)。10 d、20 d, 3个处理组之间无显著差异(P>0.05)。30 d，高温组显著高于低温组、对照组(P<0.05)，低温组与对照组间无显著差异(P>0.05)。低温组、高温组糙海参幼参肠道SOD活力不同时间之间均出现显著差异(P< 0.05)。低温组幼参肠道SOD活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d显著高于20 d、30 d (P<0.05)。高温组幼参肠道SOD活力在30 d显著高于0 d、10 d (P<0.05), 20 d显著高于0 d (P< 0.05)。对照组幼参肠道SOD活力在不同时间无显著差异(P>0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参肠道CAT活力变化见图4b。不同温度组幼参肠道CAT活力差异显著(P<0.05)。0 d时，低温组、高温组显著高于对照组(P<0.05)，且低温组显著高于高温组(P< 0.05)。10 d、20 d时，低温组与高温组之间差异不显著(P>0.05)，且均显著高于对照组(P<0.05)。30 d时，高温组显著高于低温组、对照组(P< 0.05)。低温组、高温组糙海参幼参肠道CAT活力在不同时间之间均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参肠道CAT活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d、20 d显著高于30 d (P<0.05)。高温组幼参肠道CAT活力在30 d显著高于0 d、10 d和20 d (P<0.05)。对照组幼参肠道CAT活力在不同时间无显著差异(P>0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参肠道AKP活力变化见图4c。不同温度组幼参肠道AKP活力存在显著差异(P<0.05)。0 d时，低温组显著高于对照组(P<0.05)，对照组显著高于高温组(P<0.05)。10 d、20 d时，3个处理组间差异不显著(P>0.05)。30 d时，高温组显著高于对照组(P<0.05)，对照组显著高于低温组(P<0.05)。3个温度处理组糙海参幼参肠道AKP活力不同时间之间均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参肠道AKP活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d、20 d显著高于30 d (P<0.05)。对照组幼参肠道AKP活力在0 d显著高于20 d、30 d (P<0.05)。高温组幼参肠道AKP活力在30 d显著高于0 d、20 d (P<0.05), 10 d与20 d、30 d无显著差异(P>0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参肠道LZM活力变化见图4d。不同温度组幼参肠道LZM活力存在显著差异(P<0.05)。0 d、10 d时，低温组显著高于高温组、对照组(P<0.05)，高温组与对照组差异不显著(P>0.05)。20 d、30 d时，高温组显著高于对照组和低温组(P<0.05)。低温组、高温组幼参肠道LZM活力不同时间之间均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参肠道LZM活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05)。高温组幼参肠道LZM活力在0 d、20 d及30 d显著高于10 d (P<0.05)。对照组幼参肠道LZM活力在0 d显著高于20 d及30 d(P<0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参肠道MDA含量变化见图4e。不同温度组幼参肠道MDA含量存在显著性差异(P<0.05)。0 d时，各温度组均无显著差异(P>0.05)。10 d、20 d时，3个温度组之间无显著差异(P>0.05)。30 d，低温组、高温组显著高对照组(P<0.05)。3个温度处理组糙海参幼参肠道MDA含量不同时间之间均出现显著差异(P< 0.05)。低温组幼参肠道MDA含量在30 d显著高于20 d (P<0.05)。对照组幼参肠道MDA含量在不同时间无显著差异 (P>0.05)。高温组幼参肠道MDA含量在0 d、30 d显著高于10 d、20 d (P<0.05)。
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图4 不同温度条件下糙海参幼参肠道抗氧化酶及免疫酶活力变化a. 超氧化物歧化酶；b. 过氧化氢酶；c. 碱性磷酸酶；d. 溶菌酶；e. 丙二醛. 不同小写字母代表同一温度组内不同时间点之间的显著差异(P<0.05)，不同大写字母代表同一取样时间不同温度组之间的显著差异(P<0.05). Fig. 4 Changes in intestinal antioxidant enzyme and immune enzyme activity of juvenile Holothuria scabra under different temperature conditionsa. SOD; b. CAT; c. AKP; d. LZM; e. MDA. Different small letters represent significant differences between different time points in the same temperature group (P<0.05), and different capital letters represent significant differences between different temperature groups at the same sampling time (P<0.05). |
不同温度条件下糙海参幼参呼吸树的抗氧化酶及免疫酶活力的变化如图5所示。不同温度条件下糙海参幼参呼吸树SOD活力变化见图5a。不同温度组幼参呼吸树SOD活力存在显著差异(P<0.05)。0 d时，高温组显著高于低温组(P<0.05)，低温组显著高于对照组(P<0.05)。10 d时，高温组和低温组显著高于对照组(P<0.05)。20 d时，低温组显著高于高温组(P<0.05)，高温组显著高于对照组(P<0.05)。30 d时，低温组显著高于高温组、对照组(P<0.05)，高温组与对照组无显著差异(P>0.05)。3个温度处理组糙海参呼吸树SOD活力不同时间之间均出现显著差异(P<0.05)(图5a)。低温组幼参呼吸树SOD活力在0 d、20 d显著高于10 d、30 d (P<0.05)，且10 d显著高于30 d (P<0.05)。对照组幼参呼吸树SOD活力在0 d、10 d显著高于20 d、30 d (P<0.05)。高温组幼参呼吸树SOD活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d、20 d显著高于30 d (P<0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参呼吸树CAT活力变化见图5b。不同温度组幼参呼吸树CAT活力存在显著差异(P<0.05)。0 d时，高温组和低温组显著高于对照组(P<0.05)。10 d时，高温组显著高于低温组(P<0.05)，低温组和对照组无显著差异(P>0.05)。20 d时，低温组显著高于高温组(P<0.05)，高温组显著高于对照组(P<0.05)。30 d时，低温组显著高于高温组、对照组(P<0.05)，高温组显著高于对照组(P<0.05)。低温组、高温组糙海参呼吸树CAT活力不同时间之间出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参呼吸树CAT活力在20 d显著高于0 d、10 d及30 d (P<0.05), 0 d、30 d显著高于10 d (P<0.05)。高温组幼参呼吸树CAT活力在10 d显著高于0 d、20 d及30 d (P<0.05)。对照组幼参呼吸树CAT活力在不存在显著差异(P>0.05)。
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图5 不同温度条件下糙海参幼参呼吸树抗氧化酶及免疫酶活力变化a. 超氧化物歧化酶；b. 过氧化氢酶；c. 碱性磷酸酶；d. 溶菌酶；e. 丙二醛. 不同小写字母代表同一温度组内不同时间点之间的显著差异(P<0.05)，不同大写字母代表同一取样时间不同温度组之间的显著差异(P<0.05). Fig. 5 Changes in antioxidant enzyme and immune enzyme activity of juvenile Holothuria scabra respiratory trees under different temperature conditionsa. SOD; b. CAT; c. AKP; d. LZM; e. MDA. Different small letters represent significant differences between different time points in the same temperature group (P<0.05), and different capital letters represent significant differences between different temperature groups at the same sampling time (P<0.05). |
不同温度条件下糙海参幼参呼吸树AKP活力变化见图5c。不同温度组幼参呼吸树AKP活力存在显著性差异(P<0.05)。0 d时，高温组和低温组显著高于对照组(P<0.05)。20 d时，高温组显著高于低温组(P<0.05)，低温组显著高于对照组(P<0.05)。10 d、30 d时，各温度组之间无显著差异(P>0.05)。低温组、高温组糙海参呼吸树AKP活力不同时间之间均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参呼吸树AKP活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d、20 d显著高于30 d (P< 0.05)。高温组幼参呼吸树AKP活力在0 d、20 d显著高于10 d、30 d (P<0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参呼吸树LZM活力变化见图5d。不同温度组幼参呼吸树LZM活力存在显著差异(P<0.05)。0 d时，高温组和低温组均显著高于对照组(P<0.05)。10 d时，低温组显著高于高温组(P<0.05)，高温组显著高于对照组(P<0.05)。20 d及30 d时，低温组显著高于高温组和对照组(P<0.05)，高温组与对照组无显著差异(P>0.05)。3个温度处理组糙海参呼吸树LZM活力不同时间之间均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参呼吸树LZM活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d、20 d显著高于30 d (P<0.05)。对照组幼参呼吸树LZM活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05)。高温组幼参呼吸树LZM活力在0 d显著高于10 d、20 d及30 d (P<0.05), 10 d显著高于20 d、30 d (P<0.05)。
不同温度条件下糙海参幼参呼吸树MDA含量变化见图5e。不同温度组幼参呼吸树MDA含量存在显著差异(P<0.05)。0 d、20 d时，高温组和低温组显著高于对照组(P<0.05)，高温组和低温组无显著差异(P>0.05)。10 d时，低温组显著高于高温组、对照组(P<0.05)。30 d时，低温组显著高于高温组(P<0.05)，高温组显著高于对照组(P<0.05)。
3个温度处理组糙海参呼吸树MDA含量不同时间之间均出现显著差异(P<0.05)。低温组幼参呼吸树MDA含量在10 d显著高于0 d及20 d (P<0.05), 0 d显著高于30 d (P<0.05)。对照组幼参呼吸树MDA含量在10 d显著高于30 d (P<0.05)。高温组幼参呼吸树MDA含量在0 d显著高于10 d及30 d (P<0.05)。
2.7 不同糙海参幼参组织抗氧化酶及免疫酶活力与生长和水温关系糙海参幼参不同组织抗氧化酶及免疫酶活力与生长和水温的关系见表3。幼参呼吸树中SOD、CAT、AKP、LZM活力及MDA含量均与SGR、水温呈负相关(P<0.05)，且相关系数最高。肠道中的SOD、AKP与SGR正相关(P>0.05)，其CAT、LZM活力及MDA含量与SGR负相关(P<0.05)，肠道中MDA含量与水温负相关(P<0.05)，其他指标均与水温正相关(P>0.05)。幼参体壁中除LZM活力与SGR正相关以外，其他指标均与SGR、水温负相关(P<0.05)。幼参体腔液中除LZM活力与水温正相关以外，其余指标均与SGR、水温负相关(P<0.05)。
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表3 不同糙海参幼参组织抗氧化酶及免疫酶活力与特定生长率和温度的Pearson相关系数 Tab. 3 Pearson correlation coefficient between oxidative stress and immune indicators in different tissues of juvenile Holothuria scabra with specific growth rates and temperatures n=3; $\bar x \pm {\rm{SD}}$ |
海参的生长和温度的变化密切相关，适宜的温度范围能够促进海参的生长[16]。根据文献报道，糙海参能够在16~35 ℃海域中生存[10]。本实验中对照组，即在28 ℃条件下养殖的糙海参幼参SGR是最高的，其次是高温组，最后是低温组，说明温度条件控制在28 ℃时糙海参幼参生长效果最好。低温初期组幼参SGR与对照组无显著差异，后期显著低于对照组和高温组，说明长期低温不利于糙海参幼参健康生长；高温组幼海参初期出现负生长，分析推测可能的原因是高温条件下耗氧率增加[2,17]，体内产生较高浓度的氧自由基[5]，同时抗氧化系统需要消耗很多的能量来应对高温压力，从而导致生长出现负值[3], 10~20 d高温的幼参SGR显著增加，但整体还是低于对照组。整体来看，长期低温与高温压力均会对糙海参幼参生长产生一定影响，而低温压力显著高于高温，在高温压力后期幼参表现出一定适应现象。刺参幼参适宜生长的温度范围为10~20 ℃[16]，超过16 ℃刺参幼参SGR开始下降[17]。高温胁迫对刺参影响要大于低温[18]，而糙海参则出现相反的现象。
3.2 水温对糙海参幼参抗氧化酶活力的影响水生生物的抗氧化防御和免疫防御在机体应对环境因子改变发挥着重要作用[19]。温度会诱导生物体产生ROS, ROS过量会导致机体内源性氧自由基与外源性氧自由基失衡，导致机体细胞组织损伤，从而影响机体的生长[20]。SOD和CAT作为生物体抗氧化的第一道防线[21]，能够清除过量ROS降低细胞氧化损伤。研究发现，高低温均会诱导刺参机体产生过量ROS，使得刺参体内抗氧化酶活力升高[4-5,22-23]。
在对照组中，幼参肠道中AKP及LZM活力在20 d、30 d时显著低于0 d，呼吸树中SOD活力在20 d、30 d时显著低于0 d、10 d, LZM活力在10 d、20 d及30 d时显著低于0 d。结合对照组中幼参生长变化情况，推测可能是糙海参幼参生长需要消耗更多物质能量，从而导致幼参肠道与呼吸树中合成部分抗氧化酶及免疫酶的物质能量不足，导致其活力降低。
低温处理组0 d时体腔液SOD活力，体壁SOD、CAT活力与对照组均无显著差异，30 d时均明显高于对照组，说明体腔液、体壁需要产生较多抗氧化酶来应对长期低温压力。0 d时肠道SOD、CAT活力显著高于对照组，30 d时降低至对照组水平，说明低温初期对肠道的氧化压力较大。0 d与30 d时呼吸树中SOD、CAT活力均显著高于对照组，说明低温初期与后期均诱导幼参呼吸树产生较多抗氧化酶。王方雨[18]研究不同水温对刺参免疫机能的影响，结果显示0 ℃、8 ℃低温胁迫组72 h内体腔液中SOD、CAT及LZM活力与对照组无显著差异，高温胁迫组3种酶活性部分时间点显著高于或低于对照组，说明刺参体腔液内几种免疫酶类活力受升温胁迫影响显著，而降温胁迫的影响并不显著，可以看出不同参种在应对短期低温的响应存在一定差异。Kamyab等[9]研究低但温21 ℃、对照27 ℃、高温33 ℃对糙海参幼参氧化应激的影响，结果显示低温组糙海参呼吸树和体壁中SOD、CAT活力和对照组在0 d、15 d、30 d时均无显著差异，与本研究结果不同，分析原因可能与糙海参来源地以及体重不同有关。分析得出，糙海参幼参4种组织应对低温压力时出现不同响应结果。体壁是抵御外部环境第一道物理防线，体腔液作为外层保护组织可以抵御低温初期的压力，但随着低温时间延长，体壁、体腔液不能承受长期低温压力，需要诱导产生较高的抗氧化酶活力来应对氧化压力。而肠道作为消化吸收重要场所，呼吸树作为代谢旺盛的器官[9]，本身需要投入较高的能量来维持其正常机能，低温初期压力需要消耗较多的能量来应对氧化应激，以免机体产生损伤，呼吸树仍然需要产生许多抗氧化酶来应对长期低温产生的氧化应激。从数值上来看，糙海参幼参4种组织应对低温压力的抗氧化酶活力差异显著，其中呼吸树最高，其次是肠道、体壁、体腔液，说明糙海参幼参在低温压力下产生的过量ROS主要由呼吸树的抗氧化系统进行清除。
高温处理组0 d时幼参体腔液、体壁SOD、CAT活力显著高于对照组，表明高温处理在初期对幼参产生氧化应激，需要机体产生较高的抗氧化酶活来应对氧化压力，30 d时恢复至对照组水平。0 d时肠道SOD活力明显低于对照组，CAT活力明显高于对照组，30 d时均显著高于对照组。0 d时呼吸树SOD、CAT活力均显著高于对照组，30 d时SOD活力降至对照组水平，CAT活力显著高于对照组。可以看出，糙海参幼参的4种组织应对高温压力时会出现与低温压力不同响应结果，高温初期机体需要提高代谢从而导致更多ROS产生，因此高温初期相较于后期对各种组织的氧化损伤更大。呼吸树作为代谢旺盛的器官，肠道作为消化和吸收的重要场所，对幼参生长有重要作用，同时高温可能会影响肠道微生物群落与代谢[24]，因此高温初期与后期均对肠道和呼吸树产生较大的氧化压力，均需要诱导产生更多的抗氧化酶有助于降低肠道和呼吸树的氧化损伤。纪婷婷[22]研究热胁迫对刺参的影响，表明肠道比体壁在遭受热胁迫时敏感度更高。丁原刚等[5]指出刺参不同组织应对高温变动的抗氧化水平为呼吸树>体壁>体腔液。Ju等[25]研究表明刺参呼吸树应对高温时的抗氧化水平高于体壁组织。从数值分析，糙海参幼参4种组织应对高温压力的抗氧化酶活力差异显著，与上述作者关于刺参应对高温压力的抗氧化水平的研究结果类似。
丙二醛(MDA)是生物体细胞膜脂质过氧化的重要产物，其含量变化与其氧化应激水平呈正相关[26]。在本研究中，对照组幼参各组织中MDA含量低，表明对照组中幼参氧化应激水平较低。从幼参4种组织中MDA含量分析得出，幼参体腔液、体壁以及肠道主要受到长期低温的氧化损伤，短期与长期低温均对呼吸树造成较大的氧化损伤；幼参体腔液、体壁主要受短期高温带来的氧化损伤，肠道、呼吸树均受到短期与长期高温的带来的氧化损伤。4种组织中MDA含量与SOD、CAT活力变化趋势基本相同，肠道应对低温与呼吸树应对高温压力时结果稍有不同，分析原因主要是MDA作为细胞应对氧化应激反应的损伤结果会出现一定滞后性。
3.3 水温对糙海参幼参免疫酶活力的影响糙海参作为无脊椎动物，主要依赖非特异性免疫来应对入侵物质[27-28]。碱性磷酸酶(AKP)是生物体免疫反应中重要的代谢类调控酶[29]。LZM是一种碱性蛋白酶，主要存在于棘皮动物体腔液和组织细胞中，可以降解细菌从而防止机体细菌感染。因此，AKP和LZM活力水平可以反映海参非特异性免疫水平的衡量指标[30]。
在低温处理组，0 d时幼参体腔液中AKP活力与对照组之间无显著差异，30 d时显著增加，而LZM活力无明显变化，这与刺参体腔液应对低温时的结果类似，刺参体腔液中LZM活力在12 ℃降至0 ℃无明显差异[31]，杨宁等[27]研究水温对刺参消化酶和免疫酶活力的影响，结果表明体腔液LZM活力在10 ℃、14 ℃低于18 ℃、22 ℃，说明体腔液中LZM可能不参与低温压力的免疫调节过程。0 d时体壁AKP活力显著低于对照组，30 d时与对照组无显著差异，而0 d与30 d时LZM活力与对照组均无显著差异。0 d时肠道AKP和LZM活力显著高于对照组，30 d时AKP显著低于对照组，LZM活力降至对照组水平。0 d时呼吸树AKP、LZM活力显著高于对照组，30 d时LZM活力仍然显著高于对照组，AKP活力与对照组无显著差异。可以看出，体腔液、体壁通过提高AKP活力来应对长期低温压力，肠道通过提高AKP和LZM活力来应对短期低温压力，呼吸树在短期与长期低温压力中都需要较高的免疫酶活力来应对机体产生氧化应激，这与幼参应对低温压力抗氧化酶响应规律一致。
在高温处理组，0 d时幼参体腔液和体壁中AKP活力显著高于对照组，LZM活力与对照组间无差异，30 d时均与对照组无显著差异，说明糙海参幼参体腔液中LZM可能也不参与应对高温压力的免疫调节过程，而刺参体腔液中LZM活力在16 ℃升至28 ℃明显升高后降低又升高[32]，刺参体壁在高温胁迫短期内AKP和LZM活力显著高于对照组[33-34]，分析原因可能是不同参种应对高温压力时的响应机制存在差异。0 d时肠道中AKP低于对照组，LZM活力与对照组无显著差异，30 d时均显著高于对照组。0 d时呼吸树AKP和LZM活力显著高于对照组，30 d时均降至对照组水平。可以看出，幼参体腔液、体壁、呼吸树通过提高免疫酶活力来应对短期高温氧化压力，而在长期高温压力下，肠道产生更多的免疫酶活力以适应不利环境，与幼参应对高温压力时抗氧化酶的响应规律一致。
3.4 糙海参幼参抗氧化酶和免疫酶活力与生长的关系糙海参幼参4种组织中抗氧化酶与免疫酶活力基本与SGR负相关，即消耗较多物质能量诱导产生抗氧化酶与免疫酶活力以应对水温压力带来的氧化损伤，导致用于生长的物质能量降低，最终出现幼参SGR显著降低结果，与鲻应对不同溶氧压力的结果相似[35]。
4 结论本研究结果表明，对照组28 ℃时糙海参幼参获得最大体重，SGR最高，均显著高于高温组33 ℃与低温组23 ℃，且高温组SGR显著高于低温组。糙海参幼参4种组织通过提高抗氧化酶与免疫酶活力来应对低温、高温压力，且长期低温对幼参影响远大于长期高温。
| [1] |
Huo D. The physiological response and molecular regulation mechanism of sea cucumbers under thermal and hypoxic stresses[D]. Qingdao: Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, 2020. [霍达. 刺参应对高温低氧胁迫的生理响应与分子调控特征[D]. 青岛：中国科学院海洋研究所，2020.].》Google Scholar
|
| [2] |
Dong Y W, Dong S L, Tian X L, et al. Effects of water temperature on growth, respiration and body composition of young sea cucumber Apostichopus japonicus[J]. Journal of Fishery Sciences of China, 2005, 12(1): 33-37. [董云伟，董双林，田相利，等. 不同水温对刺参幼参生长、呼吸及体组成的影响[J]. 中国水产科学，2005, 12(1): 33-37.].》Google Scholar
|
| [3] |
An Z H, Dong Y W, Dong S L. Temperature effects on growth-ration relationships of juvenile sea cucumber Apostichopus japonicus (Selenka)[J]. Aquaculture, 2007, 272(1-4): 644-648..》Google Scholar
|
| [4] |
Ji T T, Dong Y W, Dong S L. Growth and physiological responses in the sea cucumber, Apostichopus japonicus Selenka: Aestivation and temperature[J]. Aquaculture, 2008, 283(1-4): 180-187..》Google Scholar
|
| [5] |
Ding Y G, Pan L Q, Wang L. Effect of temperature on immune and antioxidant parameters of Apostichopus japonicus[J]. Transactions of Oceanology and Limnology, 2016(3): 91-99. [丁原刚，潘鲁青，王林. 温度变化对刺参免疫防御和抗氧化指标的影响[J]. 海洋湖沼通报，2016(3): 91-99.].》Google Scholar
|
| [6] |
Zhao B, Li C L, Hu W, et al. Effects of low temprature on the growth and oxygen consumption rate of different sizes of sea cucumbers (Apostichopus japonicus) in industrial aquaculture[J]. Marine Sciences, 2011, 35(12): 88-91. [赵斌，李成林，胡炜，等. 低温对不同规格刺参幼参生长与耗氧率的影响[J]. 海洋科学，2011, 35(12): 88-91.].》Google Scholar
|
| [7] |
Yu M Z, Chang Y Q. The effects of low temperature on some physiological phenomena in different populations of sea cucumber Apostichopus japonicus juveniles[J]. Journal of Dalian Fisheries University, 2008, 23(1): 31-36. [于明志，常亚青. 低温对不同群体仿刺参幼参某些生理现象的影响[J]. 大连水产学院学报，2008, 23(1): 31-36.].》Google Scholar
|
| [8] |
Kühnhold H, Kamyab E, Novais S, et al. Thermal stress effects on energy resource allocation and oxygen consumption rate in the juvenile sea cucumber, Holothuria scabra (Jaeger, 1833)[J]. Aquaculture, 2017, 467(1): 109-117..》Google Scholar
|
| [9] |
Kamyab E, Kühnhold H, Novais S C. Effects of thermal stress on the immune and oxidative stress responses of juvenile sea cucumber Holothuria scabra[J]. Journal of Comparative Physiology B, 2017, 187(1): 51-61..》Google Scholar
|
| [10] |
Yang X M, Zhang L. Introduction to a new tropical sea cucumber breeding variety[J]. Journal of Aquaculture, 2011, 32(12): 21-22. [杨学明，张立. 介绍一种热带海参养殖新品种[J]. 水产养殖，2011, 32(12): 21-22.].》Google Scholar
|
| [11] |
Eriksson H, Clarke S. Chinese market responses to overexploitation of sharks and sea cucumbers[J]. Biological Conservation, 2015, 184(1): 163-173..》Google Scholar
|
| [12] |
Liu X J, Huang G Q, Li J M, et al. Analysis on nutritive content of wet and dry sand fish Holothuria scabra cultured in indoor pond with different month ages[J]. Journal of Guangdong Ocean University, 2018, 38(2): 85-90. [刘旭佳，黄国强，李坚明，等. 室内养殖不同月龄糙海参营养成分分析[J]. 广东海洋大学学报，2018, 38(2): 85-90.].》Google Scholar
|
| [13] |
Han H, Yi Y H, La M P, et al. Studies on antifungal and antitumor activities of scabraside A, B from Holothuria scabra Jaeger[J]. Chinese Pharmacological Bulletin, 2008, 24(8): 1111-1112. [韩华，易杨华，喇明平，等. 糙海参皂苷Scabraside A、B的抗真菌和抗肿瘤活性[J]. 中国药理学通报，2008, 24(8): 1111-1112.].》Google Scholar
|
| [14] |
Chen J, Zheng A C, Xiao K J, et al. Studies on isolation and partial characterization of acidic mucopolysaccharide from Holothuria scabra jaeger[J]. Food and Fermentation Industries, 2006, 32(10): 123-126. [陈健，郑艾初，肖凯军，等. 糙海参酸性粘多糖的分离及特性研究[J]. 食品与发酵工业，2006, 32(10): 123-126.].》Google Scholar
|
| [15] |
Feng Y Q, Feng W M, Fang Z G, et al. Large-scale breeding techniques of rough sea cucumber Holothuria scabra[J]. Fisheries Science, 2021, 40(5): 750-756. [冯永勤，翁文明，方再光，等. 糙海参苗种规模化繁育技术研究[J]. 水产科学，2021, 40(5): 750-756.].》Google Scholar
|
| [16] |
Dong Y W, Dong S L. Advances of ecological physiology in sea cucumber Apostichopus japonicus selenka[J]. Periodical of Ocean University of China, 2009, 39(5): 908-912. [董云伟，董双林. 刺参对温度适应的生理生态学研究进展[J]. 中国海洋大学学报(自然科学版), 2009, 39(5): 908-912.].》Google Scholar
|
| [17] |
Zhang P. Effect of salinity, light intensity and temperature on growth and energy metabiolism of red and green variants of Apostichopus japonicus[D]. Qingdao: Ocean University of China, 2012. [张鹏. 盐度、光照强度、温度对青色系、红色系仿刺参(Apostichopus japonicus)生长和能量分配的影响[D]. 青岛：中国海洋大学，2012.].》Google Scholar
|
| [18] |
Wang F Y. Mechanism of ecoogical immunity and aestivation of Apostichopus japonicus[D]. Qingdao: Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, 2008. [王方雨. 刺参Apostichopus japonicus生态免疫与夏眠的基础研究[D]. 青岛：中国科学院海洋研究所，2008.].》Google Scholar
|
| [19] |
Li G R, Ren L H, Sun G H, et al. Effects of hypoxic sress on oxidative stress indices in Apostichopus japonicus[J]. Progress in Fishery Sciences, 2016, 37(5): 133-139. [李根瑞，任利华，孙国华，等. 低溶氧胁迫对刺参(Apostichopus japonicus)氧化应激指标的影响[J]. 渔业科学进展，2016, 37(5): 133-139.].》Google Scholar
|
| [20] |
Valavanidis A, Vlahogianni T, Dassenakis M, et al. Molecular biomarkers of oxidative stress in aquatic organisms in relation to toxic environmental pollutants[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2006, 64(2): 178-189..》Google Scholar
|
| [21] |
Wei J, Xu C, Li K X, et al. Progress on superoxide dismutase and plant stress resistance[J]. Plant Physiology Journal, 2020, 56(12): 2571-2584. [魏婧，徐畅，李可欣，等. 超氧化物歧化酶的研究进展与植物抗逆性[J]. 植物生理学报，2020, 56(12): 2571-2584.].》Google Scholar
|
| [22] |
Ji T T. Ecological and physiological mechanisms on temperature change in sea cucumber, Apostichopus japonicus[D]. Qingdao: Ocean University of China, 2009. [纪婷婷. 刺参(Apostichopus Japonicus)对温度变化的生态生理学响应机制[D]. 青岛：中国海洋大学，2009.].》Google Scholar
|
| [23] |
Wang X Y, Chang Y Q, Ding J, et al. A preliminary study of temperature reduction on immune enzymes, soluble sugars and soluble proteins in sea cucumber[J]. Journal of Agriculture, 2012, 2(4): 44-49, 55. [王晓燕，常亚青，丁君，等. 降温对刺参免疫酶、可溶性蛋白及可溶性糖影响的初步研究[J]. 农学学报，2012, 2(4): 44-49, 55.].》Google Scholar
|
| [24] |
Quan Z J, Gao P P, Zhang Y, et al. Bacterial community and function in the intestinal tracts of sea cucumber (Apostichopus japonicus) at different temperatures[J]. Chinese Journal of Ecology, 2019, 38(9): 2756-2764. [全紫娇，高萍萍，张杨，等. 不同温度下刺参肠道菌群结构与功能[J]. 生态学杂志，2019, 38(9): 2756-2764.].》Google Scholar
|
| [25] |
Ju Z L, Liao G X, Zhang Y L, et al. Oxidative stress responses in the respiratory tree and the body wall of sea cucumber Apostichopus japonicus (Selenka) to high temperature[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2023, 30(8): 21288-21298..》Google Scholar
|
| [26] |
Shi H H, Sui Y X, Wang X R, et al. Hydroxyl radical production and oxidative damage induced by cadmium and naphthalene in liver of Carassius auratus[J]. Comparative Biochemistry and Physiology, Part C, 2005, 140(1): 115-121..》Google Scholar
|
| [27] |
Yang N, Wang W Q, Jiang L X, et al. Effects of water temperature on activities of digestive enzymes and immune enzymes in Apostichopus japonicus[J]. Marine Sciences, 2014, 38(11): 56-59. [杨宁，王文琪，姜令绪，等. 水温对刺参消化酶和免疫酶活力的影响[J]. 海洋科学，2014, 38(11): 56-59.].》Google Scholar
|
| [28] |
Liu Y, Kong W L, Jiang G L, et al. Effects of two kinds of immunopolysaccharide on the activities of immunoenzymes in sea cucumber, Apostichopus japonicus[J]. Journal of Fishery Sciences of China, 2008, 15(5): 787-793. [刘云，孔伟丽，姜国良，等. 2种免疫多糖对刺参组织主要免疫酶活性的影响[J]. 中国水产科学，2008, 15(5): 787-793.].》Google Scholar
|
| [29] |
Zang Y Q. Ecological and physiological mechanisms on typical environmental factors in sea cucumber, Apostichopus japonicus selenka[D]. Qingdao: Ocean University of China, 2012. [臧元奇. 刺参(Apostichopus japonicus selenka)对典型环境胁迫的生理生态学响应及其机制研究[D]. 青岛：中国海洋大学，2012.].》Google Scholar
|
| [30] |
Cao X S. The effect of temperature on the growth, physiology and nutritional components in Apostichopus japonicus[D]. Dalian: Dalian Ocean University, 2014. [曹学顺. 温度对刺参的生长、生理及营养成分的影响研究[D]. 大连：大连海洋大学，2014.].》Google Scholar
|
| [31] |
Wang F Y, Yang H S, Gao F, et al. Effects of acute temperature or salinity stress on the immune response in sea cucumber, Apostichopus japonicus[J]. Comparative Biochemistry and Physiology, Part A, 2008, 151(4): 491-498..》Google Scholar
|
| [32] |
Cao X S, Ding J, Bai X Q, et al. The study of rising temperature on serum non-specific immune in Shuiyuan NO.1 sea cucumber populations and the cultured sea cucumber populations[J]. Journal of Agriculture, 2015, 5(1): 80-85. [曹学顺，丁君，白雪秋，等. 升温对‘水院1号’和大连养殖刺参非特异性免疫影响的研究[J]. 农学学报，2015, 5(1): 80-85.].》Google Scholar
|
| [33] |
Liu S L, Ru X S, Xu Q Z, et al. Effects of high-temperature stress on several immune enzyme activities of Apostichopus japonicus thermotolerant and normal species[J]. Journal of Fishery Sciences of China, 2016, 23(2): 344-351. [刘石林，茹小尚，徐勤增，等. 高温胁迫对刺参耐高温群体和普通群体主要免疫酶活力的影响[J]. 中国水产科学，2016, 23(2): 344-351.].》Google Scholar
|
| [34] |
Yang F Y, Yang Q H, Xiao Y Q, et al. Effects of high temperature stress on heat shock protein gene and immune enzyme activity of Apostichopus japonicus moved southward[J]. Journal of Shanghai Ocean University, 2022, 31(6): 1361- 1372. [杨福元，杨求华，肖益群，等. 高温胁迫对南移仿刺参热休克蛋白基因和免疫酶活力的影响[J]. 上海海洋大学学报，2022, 31(6): 1361-1372.].》Google Scholar
|
| [35] |
Liu X J, Huang G Q, Peng Y H. Effect of different dissolved oxygen levels on growth, energy metabolism and oxidative stress of Mugil cephalus[J]. South China Fisheries Science, 2015, 11(4): 88-94. [刘旭佳，黄国强，彭银辉. 不同溶解氧水平对鲻生长、能量代谢和氧化应激的影响[J]. 南方水产科学，2015, 11(4): 88-94.].》Google Scholar
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